Dans quel but les environnements de diagnostic différentiel sont-ils utilisés ? Exemples et principes de leur travail

Environnements de diagnostic différentiel -- mélanges spéciaux nutriments, utilisé pour déterminer les espèces de microbes et étudier leurs propriétés. Lorsque les bactéries se développent sur des supports de diagnostic différentiel, des processus chimiques se produisent en raison de la présence de diverses enzymes dans la cellule microbienne. Certains d'entre eux sont capables de décomposer les protéines, d'autres - les glucides, d'autres - de provoquer des réactions d'oxydation et de réduction, etc. Grâce à l'action des enzymes, des changements correspondants se produisent dans l'environnement du diagnostic différentiel. Les environnements de diagnostic différentiel peuvent être divisés en quatre groupes principaux.

• 1. Milieux contenant des protéines et révélant la capacité des microbes à dégrader les protéines (propriétés protéolytiques) : « colonne » de gélatine viande-peptone », sérum coagulé de cheval ou de bovin, lait, gélose au sang. Lors de l'inoculation de bactéries par ponction dans de la gélatine viande-peptone, en « colonne », en cas de dégradation protéique, on observe une liquéfaction du milieu. Lorsqu'elle est inoculée sur un milieu avec du lactosérum coagulé, la dégradation des protéines est déterminée par la liquéfaction du milieu et la formation de dépressions à sa surface. La dégradation du lait par un microbe se révèle par la clarification ou la dissolution du lait initialement caillé. La présence de l'activité hémolytique de la culture test est vérifiée en l'inoculant dans une boîte de Pétri sur une gélose spéciale au sang. À la suite de la destruction des globules rouges autour des colonies (par exemple, streptocoque hémolytique ou staphylocoque), des zones de compensation se forment.
• 2. Milieux pour identifier la capacité des microbes à décomposer les glucides et les alcools hautement atomiques (milieu Endo, milieu Levin, milieu Russell, milieu Drigalsky - Conradi, Rapoport - milieu Weintraub, milieu Shustov). Pour identifier ces propriétés des micro-organismes, une rangée « panachée » est également utilisée, c'est-à-dire une série de tubes à essai contenant des milieux nutritifs, dont divers glucides, des alcools polyhydriques et un indicateur. La teinture de tournesol ou le bleu de bromothymol sont utilisés comme indicateurs. La décomposition de l'un des glucides avec formation d'acide est détectée par un changement de couleur de l'indicateur ; la formation de gaz est détectée par le remplissage de gaz et le flottement d'un flotteur en verre spécial dans un milieu liquide. Ou utilisez un milieu Hiss semi-liquide (voir) avec de la gélose à 0,5 % avec les sucres appropriés et l’indicateur d’Andrade. Après inoculation du microbe sur ces milieux, la formation d'acide est détectée par le rougissement du milieu, et la formation de gaz par l'apparition de ses bulles dans la gélose ou par la rupture et le déplacement vers le haut de la colonne de gélose. Les milieux de diagnostic différentiel du deuxième groupe comprennent également la gélose à l'amidon, qui est utilisée pour déterminer la capacité des microbes à décomposer l'amidon, le milieu de Clark, etc.
• 3. Milieux sur lesquels se révèle la capacité des microbes à décolorer les colorants ajoutés au bouillon : bleu de méthylène, thionine, tournesol, carmin d'indigo, rouge neutre ou autres (milieu de Rothberger, milieu d'Omelyansky). Le troisième groupe comprend également les milieux contenant des nitrates, qui sont utilisés pour déterminer la capacité des microbes à réduire les sels. acide nitrique(nitrates) en sels d'acide nitreux (nitrites) puis en ammoniac ou azote libre.
• 4. Milieux révélant la capacité des microbes à assimiler des substances non digestibles par d'autres microbes, par exemple un milieu au citrate de sodium (gélose au citrate de Simon) pour distinguer Escherichia coli, qui n'a pas la capacité d'assimiler ce milieu, des autres bactéries du groupe intestinal, ou un milieu contenant de l'acide oléique sodique pour la différenciation des bacilles diphtériques des fausses diphtéries et des diphtéroïdes (gélose Engering).

Les milieux de diagnostic différentiel comprennent également les milieux permettant de différencier les bactéries anaérobies, les milieux telluriques permettant de différencier les bactéries diphtériques, les milieux contenant de l'urée, milieux alcalins(Dieudonnéagar) pour la culture de Vibrio cholerae, etc.

Environnement endo. Se compose de MPA additionné de 1% de lactose et de fuchsine basique (indicateur) décolorée au sulfite de sodium. Le milieu Endo a une couleur légèrement rose. Utilisé dans le diagnostic des infections intestinales pour différencier les bactéries qui décomposent le lactose pour former des produits acides des bactéries qui n'ont pas cette capacité. Les colonies de microbes lactose-positifs (Escherichia coli) sont rouges en raison de la réduction de la fuchsine. Les colonies de micro-organismes lactose-négatifs - salmonelles, shigelles, etc. - sont incolores.

Les environnements de diagnostic différentiel comprennent une série hétéroclite courte et étendue. Il se compose de milieux contenant des glucides (Hiss media), du MPB, du lait et de la gélatine viande-peptone.

Le milieu Hiss est préparé à base d'eau peptonée, à laquelle sont ajoutés des mono-, di- ou polysaccharides chimiquement purs (glucose, lactose, amidon, etc.).

Pour détecter les changements de pH résultant de la formation d'acides et de la décomposition des glucides, un indicateur est ajouté au milieu. Avec une dégradation plus profonde des glucides, des produits gazeux (CO 2, CH 4, etc.) se forment, qui sont capturés à l'aide de flotteurs - de petits tubes à essai abaissés à l'envers dans le milieu. Les milieux contenant des glucides peuvent également être préparés sous forme dense - avec l'ajout de 0,5 à 1 % d'agar-agar. La formation de gaz est alors détectée par la formation de bulles (cassures) dans la colonne du milieu.

Sur le MPB, qui fait partie de la série hétéroclite, on retrouve des produits formés lors de la dégradation des acides aminés et des peptones (indole, sulfure d'hydrogène). Le sulfure d'hydrogène est détecté en plaçant une bande de papier filtre imbibée d'une solution d'acétate de plomb dans le MPB après avoir semé la culture. Lorsque les acides aminés contenant du soufre sont décomposés, du sulfure d'hydrogène est libéré et le papier devient noir en raison de la formation de sulfure de plomb. Un indicateur complexe peut être utilisé pour déterminer l'indole. L'indole est formé par la dégradation du tryptophane et peut être détecté lorsque cet indicateur est ajouté à une culture cultivée sur du MPB. En présence d'indole, le MPB devient vert ou bleu.

Dans les laboratoires bactériologiques pratiques, les méthodes micro et express sont largement utilisées pour une étude indicative des propriétés biochimiques des micro-organismes. Il existe de nombreux systèmes de test à cet effet. Le système de papiers indicateurs (SIB) le plus couramment utilisé. Les SIB sont des disques de papier filtre imprégnés de solutions de sucres ou d'autres substrats en combinaison avec des indicateurs. Ces disques sont descendus dans un tube à essai avec une culture cultivée dans un milieu nutritif liquide. Le changement de couleur du disque avec le substrat permet de juger du fonctionnement de l'enzyme. Les systèmes de micro-tests pour étudier l'identification des entérobactéries sont présentés comme jetables conteneurs en plastique avec des supports contenant divers substrats, avec ajout d'indicateurs. Semer une culture pure de micro-organismes dans de tels systèmes de test vous permet d'identifier rapidement la capacité des bactéries à utiliser les citrates, le glucose, le saccharose, à libérer de l'ammoniac, de l'indole, à décomposer l'urée, la lysine, la phénylalanine, etc.

Environnements secs. La gélose nutritive, ainsi que les principaux milieux de diagnostic différentiel, sont actuellement produits sous forme de préparations sèches contenant tous les composants nécessaires. Pour ces poudres, il vous suffit d'ajouter de l'eau et de les faire bouillir, puis, après les avoir versées, de les stériliser.

Les milieux de diagnostic différentiel sont des mélanges spéciaux de nutriments utilisés pour déterminer les espèces de microbes et étudier leurs propriétés. Lorsque des bactéries se développent sur des supports de diagnostic différentiel, des processus chimiques se produisent en raison de la présence de diverses bactéries dans la cellule microbienne. Certains d'entre eux sont capables de se décomposer, d'autres -, d'autres - de provoquer des réactions d'oxydation et de réduction, etc. Grâce à l'action des enzymes, des changements correspondants se produisent dans l'environnement du diagnostic différentiel.

Les environnements de diagnostic différentiel peuvent être divisés en quatre groupes principaux.

Riz. 1-6. Différentes formes dégradation de la gélatine. Riz. 7 - 9. Milieu liquide avec glucides et indicateur Andrade : fig. 7 - pas de fermentation ; riz. 8 - fermentation avec formation d'acide ; riz. 9 - fermentation avec formation d'acide et de gaz. Riz. 10 - 12. Milieu semi-liquide avec indicateur de glucides et de pression artérielle (à partir d'un milieu nutritif sec) : fig. 10 - pas de fermentation ; riz. 11 - fermentation avec formation d'acide ; riz. 12 - fermentation avec formation d'acide et de gaz. Riz. 13-15. Sérum de tournesol artificiel Seitz : Fig. 13 - pas de fermentation ; riz. 14 - fermentation avec formation d'acide ; riz. 15 - fermentation avec formation. Riz. 16 et 17. Lait au bleu de méthylène : fig. 16 - manque de réduction ; riz. 17 - réduction. Riz. 18 et 19. Médium de Simons : fig. 18 - manque d'assimilation du citrate ; riz. 19 - assimilation du citrate. Riz. 20 - 24. Lait de tournesol : riz. 20 - pas de fermentation ; riz. 21 - fermentation avec formation d'acide ; riz. 22 - fermentation avec formation d'alcali; riz. 23 - peptonisation ; riz. 24 - réduction. Riz. 25. Liquéfaction d'un produit enroulé (en lumière transmise). Riz. 26. Hémolyse sur gélose au sang (en lumière transmise). Riz. 27. Milieu sanguin avec tellurite de potassium.

1. Milieux contenant des protéines et révélant la capacité des microbes à dégrader les protéines (propriétés protéolytiques) : « colonne » viande-peptone, sérum coagulé de cheval ou de bovin, lait, gélose au sang. Lors de l'inoculation de bactéries par ponction dans de la gélatine viande-peptone, en « colonne », en cas de dégradation protéique, on observe une liquéfaction du milieu. Lorsqu'elle est inoculée sur un milieu avec du lactosérum coagulé, la dégradation des protéines est déterminée par la liquéfaction du milieu et la formation de dépressions à sa surface. La dégradation du lait par un microbe se révèle par la clarification ou la dissolution du lait initialement caillé. La présence de l'activité hémolytique de la culture test est vérifiée en l'inoculant sur une gélose au sang spéciale. À la suite de la destruction autour des colonies (par exemple hémolytiques ou) des zones de compensation se forment.

2. Milieux pour identifier la capacité des microbes à décomposer les glucides et les glucides à haute teneur atomique (milieu Endo, milieu Levin, milieu Russell, milieu Drigalsky - Conradi, Rapoport - milieu Weintraub, milieu Shustov). Pour identifier ces propriétés des micro-organismes, une série « panachée » est également utilisée, c'est-à-dire une série de tubes à essai contenant divers glucides, des alcools polyhydriques et un indicateur. La teinture de tournesol ou le bleu de bromothymol sont utilisés comme indicateurs. La décomposition de l'un des glucides avec formation d'acide est détectée par un changement de couleur de l'indicateur, la formation de gaz est détectée par le remplissage de gaz et le flottement d'un flotteur en verre spécial dans un milieu liquide. Ou utilisez un milieu Hiss semi-liquide (voir) avec de la gélose à 0,5 % avec des sucres appropriés et un indicateur Andrade. Après inoculation du microbe sur ces milieux, la formation d'acide est détectée par le rougissement du milieu, et la formation de gaz est détectée par l'apparition de ses bulles dans la gélose ou par la rupture et le déplacement vers le haut de la colonne de gélose. Les milieux de diagnostic différentiel du deuxième groupe comprennent également la gélose à l'amidon, qui est utilisée pour déterminer la capacité des microbes à décomposer l'amidon, le milieu de Clark, etc.

3. Milieux sur lesquels se révèle la capacité des microbes à décolorer les colorants ajoutés au bouillon : bleu de méthylène, thionine, tournesol, rouge neutre ou autres (milieu de Rothberger, milieu d'Omelyansky). Le troisième groupe comprend également les milieux contenant des nitrates, qui sont utilisés pour déterminer la capacité des microbes à réduire les sels d'acide nitrique (nitrates) en sels d'acide nitreux (nitrites), puis en ammoniac ou en azote libre.

4. Milieux révélant la capacité des microbes à assimiler des substances non digestibles par d'autres microbes, par exemple un milieu au citrate de sodium (gélose au citrate de Simon) pour distinguer Escherichia coli, qui n'a pas la capacité d'assimiler ce milieu, des autres bactéries du groupe intestinal, ou un milieu contenant de l'acide oléique sodique pour la différenciation des bacilles diphtériques des fausses diphtéries et des diphtéroïdes (gélose d'Engering).

Les milieux de diagnostic différentiel comprennent également les milieux de différenciation des anaérobies, les milieux tellurites pour différencier les bactéries diphtériques, les milieux à l'urée, les milieux alcalins (gélose Dieudonne) pour la culture de Vibrio cholerae, etc. Voir aussi Identification des microbes.

ENVIRONNEMENTS DE DIAGNOSTIC DIFFÉRENTIELS

support de diagnostic différentiel, milieux nutritifs spéciaux utilisés pour identifier les micro-organismes qui ont une activité biochimique sélective envers certaines substances. Au cours de leur développement, les microbes, à l'aide d'enzymes, décomposent certaines substances contenues dans l'environnement, déterminées par les changements de l'environnement.

Un certain nombre de micro-organismes pathogènes décomposent les glucides et les alcools polyhydriques pour former des acides et des gaz (dioxyde de carbone, hydrogène, méthane), ce qui indique qu'ils appartiennent à un certain groupe ou type de bactéries. Pour établir ces propriétés, préparez du liquide ou du semi-liquide D.-D. Avec. avec glucose, lactose, saccharose, mannose et autres glucides, alcools polyhydriques (série panachée), avec indicateurs (Andrade, Gissa), milieux avec du lait. La capacité enzymatique des microbes est déterminée par l'apparition de gaz ou un changement de couleur de l'indicateur. L'intensité de la formation d'acide à partir du glucose est déterminée sur le milieu de Clark, la formation d'acétylméthylcarbonal à l'aide de la réaction de Voges-Proskauer et la capacité amylolytique des microbes sur la gélose à l'amidon. Les propriétés protéolytiques des microbes sont déterminées sur des milieux qui ne contiennent ni glucose ni glycérol, gélatine viande-peptone, sérum de cheval coagulé et gélose au lait. La gélatine viande-peptone est inoculée par piqûre au fond du tube à essai, incubée à t 2022°C, puis déterminer le degré de liquéfaction de la gélatine. La capacité hémolytique des microbes est déterminée par étalement sur gélose au sang ou bouillon de sang. Pour déterminer l'activité réductrice des microbes, utilisez D.-D. Avec. avec des colorants (, tournesol, indidocarmine, thionine, etc.). À mesure que les microbes se développent, une décoloration complète ou partielle ou un changement de couleur du colorant se produit. On utilise également des milieux contenant des nitrates dans lesquels, sous l'influence d'enzymes de certains microbes, les nitrates sont réduits en nitrites puis en ammoniac ou azote libre.

Dictionnaire encyclopédique vétérinaire. - M. : "Encyclopédie soviétique". Rédacteur en chef V.P. Chichkov. 1981 .

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Média culturel- milieux liquides ou solides utilisés pour la culture de bactéries, levures, champignons microscopiques, algues, protozoaires, virus et cultures de cellules végétales ou animales en laboratoire ou dans des conditions industrielles. Synthétique P. s.... ... Grande Encyclopédie Soviétique

Gissa mercredi- (Ph. N. Hiss, 1868 1913, bactériologiste américain ; synonyme : série hétéroclite, série couleur) milieux nutritifs liquides ou semi-liquides de diagnostic différentiel destinés à identifier et différencier les bactéries selon leur capacité à décomposer diverses... ... Grand dictionnaire médical

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Médecine- I Médecine La médecine est un système de connaissances scientifiques et activités pratiques, dont les objectifs sont de renforcer et de préserver la santé, de prolonger la vie des personnes, de prévenir et de traiter les maladies humaines. Pour accomplir ces tâches, M. étudie la structure et... ... Encyclopédie médicale

Organismes anaérobies- Les bactéries aérobies et anaérobies sont préalablement identifiées dans un milieu nutritif liquide par un gradient de concentration en O2 : 1. Les bactéries aérobies obligatoires (nécessitant de l'oxygène) se rassemblent principalement au sommet du tube à essai pour absorber... ... Wikipedia

Distinguer certains types de bactéries des autres en fonction de leur activité enzymatique appliquer environnements de diagnostic différentiel . Par exemple, environnement Hiss, environnement Endo, environnement Levin, environnement Ploskirev, environnement Olkenitsky. Les milieux Endo, Levin et Ploskirev dans les boîtes de Pétri sont utilisés pour différencier les bactéries intestinales en fonction de leur capacité à fermenter le lactose. Ces milieux contiennent de la gélose nutritive, du lactose et un indicateur qui change de couleur en milieu acide (indicateur pH). Si vous inoculez des bactéries qui fermentent le lactose, par exemple E. coli, sur un tel milieu, à la suite de la fermentation du lactose, de l'acide se forme et l'indicateur changera de couleur dans un environnement acide. Par conséquent, les colonies d'E. coli sur de tels supports seront colorées en fonction de la couleur de l'indicateur : sur le milieu d'Endo et le milieu de Ploskirev - rouge, sur le milieu de Levin - noir et bleu. Si vous inoculez ces milieux avec des bactéries qui ne fermentent pas le lactose, par exemple des bacilles typhoïdes ou des bacilles dysentérique, alors aucun acide ne se formera, la réaction du milieu restera légèrement alcaline et la couleur de l'indicateur ne changera pas. Ainsi, les colonies de bactéries qui ne fermentent pas le lactose seront incolores sur ces milieux. Le milieu de Ploskirev peut également être classé comme milieu électif pour isoler les bacilles de la dysenterie, car ce milieu contient des sels biliaires qui inhibent la croissance d'E. coli et un colorant vert brillant qui inhibe la croissance de la microflore aérienne des coccies. La gélose au sulfite de bismuth est un milieu de diagnostic différentiel utilisé principalement dans le diagnostic de la salmonellose. Lorsque les salmonelles se développent, le bismuth est réduit de ses sels et les colonies de salmonelles deviennent noires. Les milieux de diagnostic différentiel Hiss (série « panaché ») sont préparés à partir d'un milieu liquide (eau peptonée) ou d'une gélose semi-liquide viande-peptone. Ils contiennent des glucides ou des alcools polyhydriques (lactose, glucose, mannitol, saccharose) et un indicateur qui change de couleur dans un environnement acide. Un flotteur en verre est placé dans un tube à essai avec du milieu Hiss liquide. Si vous inoculez sur le milieu Hiss un microbe qui fermente un glucide donné avec formation d'acide et de gaz, c'est-à-dire jusqu'aux produits finaux, alors le milieu changera de couleur, des bulles et des cassures apparaîtront dans l'épaisseur de la gélose en un milieu semi-liquide, et une bulle de gaz dans le flotteur apparaîtra dans un milieu liquide. Lorsqu'un glucide est fermenté uniquement en produits intermédiaires (en acide), seul un changement de couleur du milieu se produit également. Des milieux combinés contenant non pas un glucide, mais deux ou trois, par exemple le milieu d'Olkenitsky - trois sucres. gélose à l'urée. Un tube de milieu Olkenicki remplace la gélose inclinée et le milieu Hiss par du lactose, du saccharose et du glucose. Le milieu est préparé à base de MPA peu dense. Contient du lactose (1 %), du saccharose (1 %), du glucose (0,1 %), de l'urée, du sel de Mohr (sulfate ferreux), de l'hyposulfite de sodium et un indicateur. Après stérilisation, le milieu est versé dans un tube à essai sous forme redressée de manière à former une colonne et une partie oblique. Le semis se fait par stries le long de la partie biseautée et par piquage en colonne. Lors de la fermentation des glucides contenus dans plus(lactose, saccharose ou les deux sucres), la couleur de l'ensemble du milieu change ; Lorsque seul le glucose est fermenté, la couleur de la colonne change, mais la partie tondue reste inchangée. La formation de gaz est déterminée par la présence de bulles dans la colonne de gélose. Les cultures qui décomposent l'urée pour former de l'ammoniac donnent une réaction alcaline. Dans ce cas, l'acide formé lors de la fermentation des glucides est neutralisé et la couleur du milieu ne change pas. La dégradation de l'urée est caractéristique de Proteas et de certains Escherichia coli. Les entérobactéries pathogènes ne décomposent pas l'urée. L'ajout de sel de Mohr et d'hyposulfite permet également d'étudier la capacité des bactéries à former du sulfure d'hydrogène par noircissement dans la colonne de gélose suite à la conversion du sulfate ferreux en sulfure noir.

Pour une méthode expresse de détermination de l'activité enzymatique des micro-organismes, des systèmes de microtests et un système de papiers indicateurs (SIB) sont utilisés. Le système de microtest est un récipient en polystyrène transparent composé de plusieurs cellules. Les cellules contiennent des milieux nutritionnels séchés contenant des glucides et des indicateurs de pH. Une suspension de culture bactérienne d'une certaine densité est inoculée dans chaque cellule. Une solution physique est versée dans les cellules témoins. solution. Le résultat est pris en compte après 3-4 heures d'incubation dans un thermostat par le changement de couleur de l'indicateur. Les systèmes de papier indicateur (IPS) permettant d'identifier la famille des entérobactéries sont des disques ou des bandes de papier chromatographique recouverts d'un film protecteur de. alcool polyvinylique et contenant un substrat et un indicateur spécifiques. Dans un tube à essai contenant une solution physiologique ou tampon, ajoutez une boucle complète de la culture test ou une goutte d'une suspension microbienne épaisse, puis placez-la dans les disques avec une pince à épiler brûlée. Aucune culture bactérienne n’est ajoutée aux tubes témoins. Le résultat est pris en compte par le changement de couleur de l'indicateur. Pour déterminer le sulfure d'hydrogène, le disque est placé dans un tube à essai à la surface d'un MPA ensemencé par une injection, ce qui permet une détermination simultanée de la mobilité. Dans toutes les éprouvettes, un résultat préliminaire est pris en compte le jour même et un résultat final au bout de dix-huit à vingt-quatre heures. L'activité oxydase est déterminée en frottant la culture sur du papier indicateur après 30 à 60 secondes.

Isolement de cultures pures de bactéries aérobies et anaérobies. Énumérer les principes et méthodes d'obtention de colonies isolées d'aérobies. Méthodes d'isolement de cultures pures d'anaérobies. Décrivez la méthode de Weinberg jour après jour.

Culture et isolement de cultures pures de bactéries aérobies

Pour cultiver des micro-organismes, certaines conditions sont requises : température, conditions aérobies ou anaérobies.

La température devrait être optimale pour cette espèce. La plupart des bactéries pathogènes se multiplient à 37°C. Cependant, pour certaines espèces, des températures plus basses sont optimales, en raison des particularités de leur écologie. Ainsi, pour le bacille de la peste, dont l'habitat naturel est celui des rongeurs en hibernation, la température optimale est de 28°C, ainsi que pour Leptospira, pour le bacille du botulisme - 28°C-35°C.

Sauf température optimale, pour la culture de micro-organismes, selon le type, un environnement aérobie ou anaérobie est requis.

Afin d'étudier la morphologie, les propriétés culturelles, biochimiques et autres des microbes, il est nécessaire d'obtenir une culture pure. Généralement, une culture microbienne est définie comme son accumulation sur un milieu nutritif sous forme de turbidité, de croissance au fond (paroi) ou d'un film à la surface d'un milieu liquide ou de colonies sur un milieu solide. Une colonie distincte est formée à partir d’une cellule microbienne. Une culture pure est une culture de microbes d’une espèce obtenue à partir d’une colonie. En laboratoire, certaines souches connues de microbes sont utilisées pour diverses études. Une souche est une culture pure de microbes obtenue à partir d’une source spécifique, à un moment précis, avec des propriétés connues. En règle générale, les souches microbiennes sont désignées par un numéro spécifique. Par exemple, la souche Staphylococcus aureus 209P est utilisée pour déterminer l'activité de la pénicilline.

L'isolement des cultures aérobies pures prend généralement trois jours et s'effectue selon le schéma suivant :

Jour 1 - microscopie d'un frottis du matériel d'essai, coloré (généralement par Gram) - pour une familiarisation préliminaire avec la microflore, ce qui peut être utile pour choisir un milieu nutritif pour l'inoculation. Ensuite, le matériel est inoculé sur la surface de la gélose nutritive solidifiée pour obtenir des colonies isolées. Le tamisage peut être effectué selon la méthode Drigalski dans trois boîtes de Pétri avec un milieu nutritif. Une goutte de matière est appliquée sur la première coupelle et étalée à la spatule sur l'ensemble de la coupelle. Puis, avec la même spatule, répartissez le reste de la récolte dessus sur la deuxième tasse et de la même manière sur la troisième. Le plus grand nombre de colonies se développera sur la première plaque, le plus petit sur la troisième. En fonction du nombre de cellules microbiennes présentes dans le matériau étudié, des colonies isolées se développeront sur l'une des boîtes.

Le même résultat peut être obtenu en tamisant sur une tasse. Pour ce faire, divisez la coupe en quatre secteurs. Le matériel étudié est inoculé avec une anse bactériologique en stries sur le premier secteur, puis, après calcination et refroidissement de l'anse, l'inoculation est distribuée du premier secteur au deuxième et de la même manière séquentiellement aux troisième et quatrième secteurs. Des colonies isolées sont formées à partir de cellules microbiennes individuelles après une incubation quotidienne dans un thermostat.

Jour 2 - étude des colonies cultivées sur plats, description de celles-ci. Les colonies peuvent être transparentes, translucides ou opaques, elles ont différentes tailles, aux contours arrondis, réguliers ou irréguliers, convexes ou Forme plate, surface lisse ou rugueuse, lisses ou ondulées, bords irréguliers. Ils peuvent être incolores ou blancs, dorés, rouges, jaune. Sur la base de l'étude de ces caractéristiques, les colonies cultivées sont divisées en groupes. Ensuite, une colonie isolée est sélectionnée dans le groupe d'étude et un frottis est préparé pour un examen microscopique afin de vérifier l'homogénéité des microbes dans la colonie. La même colonie est inoculée dans un tube à essai avec de la gélose nutritive inclinée.

Jour 3 - vérification de la pureté de la culture cultivée sur la gélose inclinée par microscopie des frottis. Si les bactéries étudiées sont homogènes, l’isolement d’une culture pure peut être considéré comme terminé.

Pour identifier les bactéries isolées, les caractéristiques culturelles sont étudiées, c'est-à-dire le modèle de croissance sur des milieux nutritifs liquides et solides. Par exemple, les streptocoques forment des sédiments au fond et sur les parois du bouillon sucré, ainsi que de petites colonies ponctuelles sur la gélose au sang ; Vibrio cholerae forme un film à la surface de l'eau peptonée alcaline et des colonies transparentes sur la gélose alcaline ; Le bacille de la peste sur gélose nutritive forme des colonies sous la forme de « mouchoirs en dentelle » avec un centre dense et de fins bords ondulés, et dans un milieu nutritif liquide - un film à la surface, puis des fils s'en étendant sous la forme de « stalactites ». ».

Culture et isolement de cultures pures de bactéries anaérobies

Pour cultiver des anaérobies, il faut réduire le potentiel redox du milieu et créer une anaérobiose en éliminant l'oxygène par des méthodes physiques, chimiques ou biologiques.

Les méthodes physiques comprennent :

1) évacuation mécanique de l'air à l'aide d'une pompe de l'anaérostat, dans laquelle sont placées des coupelles contenant les récoltes. Parallèlement, vous pouvez remplacer l'air par un gaz indifférent : azote, hydrogène, dioxyde de carbone.

2) grandir dans un environnement contenant des substances réductrices. Le Kitta-Tarozzi medium est un bouillon sucré avec des morceaux de foie ou de viande. Le glucose et les morceaux d'organes ont un pouvoir réducteur. Le milieu est versé sur le dessus avec une couche d'huile de vaseline pour bloquer l'accès de l'oxygène de l'air.

3) Le plus simple, mais le moins manière fiable- poussant au fond d'une haute colonne de gélose au sucre.

Méthodes chimiques consistent dans le fait que les plats contenant des anaérobies inoculés sont placés dans un dessiccateur hermétiquement fermé, où sont placés des produits chimiques, par exemple du pyrogallol et des alcalis, dont la réaction se produit avec l'absorption d'oxygène.

Méthode biologique est basé sur la culture simultanée d'anaérobies et d'aérobies sur des milieux nutritifs solides dans des boîtes de Petri, hermétiquement fermées après le semis. Tout d’abord, l’oxygène est absorbé par les aérobies en croissance, puis la croissance des anaérobies commence.

L'isolement d'une culture pure d'anaérobies commence par l'accumulation de bactéries anaérobies par étalement sur milieu Kitta-Tarozzi. Par la suite, des colonies isolées sont obtenues de deux manières :

1) l'inoculation du matériel est réalisée par mélange avec de la gélose au sucre tiède et fondue dans des tubes en verre. Après durcissement de la gélose, des colonies isolées se développent dans ses profondeurs, qui sont éliminées en coupant le tube et transférées dans le milieu Kitt-Tarozzi (méthode Weinberg) ;

2) le matériel est ensemencé sur des boîtes avec un milieu nutritif et incubé dans un anaérostat. Les colonies isolées cultivées sur boîte sont repiquées sur milieu Kitt-Tarozzi (méthode Zeissler).